Informations

Comment les caténanes se forment-ils lorsque l'ADN se réplique ?

Comment les caténanes se forment-ils lorsque l'ADN se réplique ?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Je suis donc un cours sur la réplication et la réparation de l'ADN. Et nous parlons de la formation de caténanes lorsque l'ADN se réplique (deux cercles d'ADNdb interconnectés) Comment est-ce possible ?


Le premier cercle d'ADN est double brin. Si vous pouviez faire fondre complètement la double hélice, vous ne pourriez pas séparer les deux supports sans casser l'épine dorsale sucre-phosphate d'au moins une des deux brins. Il s'agit d'un problème topologique, les deux brins sont liés l'un à l'autre.

Considérons maintenant la réplication de l'ADN. Dans l'exemple le plus simple, il y a une seule origine de réplication et il y aura deux fourches de réplication procédant autour du génome circulaire dans des directions opposées. C'est exactement ce qui se passe lors de la réplication de l'ADN dans la bactérie E. coli. La double hélice d'ADN de la molécule parentale "fond", les amorces d'ARN sont synthétisées par la primase et les complexes d'ADN polymérase initient la synthèse. Derrière chaque fourche de réplication, il y a maintenant deux brins d'ADN hybrides, chacun avec un brin parental, et un nouveau brin fille.

Jusqu'à présent, aucune liaison sucre-phosphate n'a été clivée. Lorsque la réplication est terminée, chaque hélice d'ADN fille ds aura une entaille simple brin à l'origine et une autre au site où la réplication s'est terminée, mais celles-ci seront rapidement réparées par l'ADN polymérase I et l'ADN ligase. Même si ces deux enzymes de réparation étaient inhibées et que vous pouviez en quelque sorte faire fondre les brins d'ADN des deux chromosomes filles, vous ne seriez capable de retirer que les nouvelles molécules d'ADN (avec les entailles), les deux brins parentaux d'origine sont toujours topologiquement liés.

Pour résoudre deux cercles d'ADN concaténés, vous devez effectuer une rupture double brin dans au moins l'un des cercles ds. Cette activité enzymatique est fournie par une classe d'enzymes appelées ADN topoisomérases de type II.


Défis topologiques de la réplication de l'ADN : les conformations à la fourche

Le déroulement du duplex d'ADN parental pendant la réplication provoque l'accumulation d'une différence de nombre de liaisons positives, ou d'une souche superhélicoïdale, autour de la fourche de réplication allongée. La ramification à la fourche et cette souche amènent des conformations différentes de celle de l'ADN surenroulé (-) qui ne se réplique pas. L'ADN de réplication peut former (+) des précaténanes, dans lesquels les ADN filles sont entrelacés, et (+) des superbobines. Les topoisomérases ont pour rôle essentiel de soulager la contrainte superhélicoïdale en supprimant ces structures. Les fourches de réplication bloquées des molécules avec une souche superhélicoïdale (+) ont la possibilité supplémentaire de régresser, formant une jonction à quatre voies au niveau de la fourche de réplication. Cette jonction à quatre voies peut être sollicitée par des enzymes de recombinaison pour relancer la réplication. La réplication et le repliement des chromosomes sont facilités par les barrières de domaines topologiques, qui séquestrent les substrats des topoisomérases dans des régions définies et concentrées. Les barrières de domaine permettent également à l'ADN répliqué d'être (-) surenroulé. Nous discutons de l'importance de la réplication des conformations de l'ADN et du rôle des topoisomérases, en nous concentrant sur les travaux récents de notre laboratoire.

Une compréhension approfondie de la réplication et de la recombinaison de l'ADN nécessite une connaissance des conformations et de la topologie de la réplication de l'ADN. Celles-ci sont différentes de celles de l'ADN non réplicatif. L'action des hélicases à ADN, les interruptions dans les brins répliqués et, plus important encore, la structure ramifiée de manière unique de la fourche de réplication elle-même, contribuent tous à ces différences. Dans cette revue, nous illustrons les principales différences de conformation entre l'ADN réplicatif et non réplicatif et leur importance physiologique. Nous mettons en évidence les preuves pour chaque structure in vitro et in vivo. De plus, nous examinons comment les liens résidant à l'origine dans la double hélice du duplex parental sont entièrement résolus dans les bactéries par deux topoisomérases de type 2, l'ADN gyrase et la topoisomérase (topo) IV, pour former deux molécules filles distinctes. Bien que nous insistions sur la situation des bactéries, nous ferons également des généralisations applicables aux eucaryas et aux archées.

Nous commençons par définir quelques termes de base qui forment le langage de la topologie de l'ADN (1). La topologie sur laquelle nous allons nous concentrer concerne les liens entre les brins complémentaires de Watson et Crick d'un morceau d'ADN intact et topologiquement contraint. L'exemple le plus simple est un ADN circulaire fermé, comme on le trouve dans les plasmides et les virus, mais les résultats peuvent être généralisés aux chromosomes linéaires en raison de leur organisation en domaines fermés ou en boucles. L'entrelacement des brins complémentaires est décrit par le nombre de liaison (Lk), qui est la moitié du nombre signé de fois qu'un brin croise l'autre dans toute projection. Selon la convention des signes, les croisements dans l'ADN de type B ordinaire sont (+). Les croisements, ou nœuds, des brins complémentaires peuvent résulter de l'entrelacement local de la double hélice elle-même, auquel cas ils sont mesurés par un paramètre appelé twist (Tw). Alternativement, les nœuds résultent d'un segment de la double hélice en croisant un autre, tel que mesuré par la torsion (Wr). Lk est la somme de Tw et Wr. Notamment, Lk n'est altéré par aucune déformation à moins de rupture et de réunion de l'ADN. Plus importante est la quantité ΔLk, la différence entre Lk et Lk0, où Lk0 est la Lk d'une molécule d'ADN relaxée. La contrainte sur l'ADN d'un ΔLk différent de zéro provoque souvent un superenroulement de l'ADN, une forme de torsion. Le super-enroulement peut être soit pletonémique (entrelacé) soit solénoïdal, comme lorsque l'ADN s'enroule autour d'une protéine. La mesure la plus utile de la déviation topologique de l'ADN par rapport à l'état détendu est sa densité de superenroulement, ou . Sigma est égal à ΔLk/Lk0 et est donc indépendant de la longueur de l'ADN. La réplication provoque une augmentation de ΔLk, car la séparation des brins parentaux abaisse la valeur de Lk0. Par conséquent, le Lk de réplication augmente d'environ un pour chaque dix paires de bases d'ADN répliqué.

Cette revue est divisée en trois parties. Nous commençons par discuter des conformations de l'ADN superenroulé (-) qui ne se réplique pas, la forme que l'ADN adopte en dehors de la fourche. Ensuite, nous discutons des trois façons dont l'ADN réplicatif peut différer de l'ADN non réplicatif : les précaténanes, l'ADN superenroulé (+) et la jonction à quatre voies au niveau des fourches bloquées. Enfin, nous discuterons des barrières de domaine topologiques, qui peuvent séquestrer des structures d'ADN répliquées dans des régions limitées du chromosome où elles peuvent être traitées plus facilement, permettant ainsi la réplication et la ségrégation des chromosomes.


Réplication de l'ADN : élongation et terminaison eucaryotes.

Nous avons discuté de l'initiation dans les cellules eucaryotes dans le dernier post. Dans le présent article, examinons les Élongation et le Résiliation dans la réplication de l'ADN eucaryote.

Au cours de l'initiation, un répertoire de protéines se lie et déroule l'ADN au origine. A ce complexe protéique, le polymérases sont chargés. Les polymérases collaborent avec d'autres protéines pour la élongation des brins filles.

(juste pour info: En savoir plus sur les origines eucaryotes dans l'article intitulé ‘Making Sense of Eukaryotic DNA Replication Origins‘.)

Élongation:

La première polymérase à initier la synthèse d'ADN est la ADN polymérase α, qui existe sous la forme Complexe ADN polymérase -primase. La sous-unité primase synthétise le Amorces d'ARN (environ 7-12 nucléotides) qui sont ensuite transférés vers le domaine polymérase et étendu avec des bases d'ADN (environ 20-25 nucléotides). Facteur de réplication C (RFC) déclenche une réaction appelée commutation par polymérase. Les brins d'ADN sont ensuite prolongés par d'autres polymérases à savoir le ADN polymérase δ et ADN polymérase ε.

Synthèse des brins principaux :

Fig 1 : Synthèse du brin principal ou continu.

Au fur et à mesure que l'ADN pol termine la synthèse de l'amorce d'ARN et l'ajout de bases d'ADN, le RFC provoque la dissociation de l'ADN pol α et assemble antigène nucléaire de cellule proliférante (PCNA) dans la région de l'extrémité de l'amorce. PCNA est un Pince à ADN pour les ADN polymérases.

Pol ε a été signalée comme la principale polymérase de synthèse de brin principale (dans Saccharomyces cerevisiae). Dans le brin de tête car la réplication est continue et l'amorce n'est synthétisée qu'une seule fois et l'extension est réalisée (fig 1).

Synthèse des brins en retard :

Fig 2 : Synthèse du brin retardé ou discontinu avec des séries de fragments d'Okazaki.

Polymérases δ est la principale polymérase dans la synthèse des brins retardés. La réplication dans les brins retardés est discontinue et a lieu avec la formation de plusieurs Okazaki fragments (fig. 2).

Les fragments d'Okazaki (fig 3) générés chez les eucaryotes lors de la synthèse des brins en retard ont une longueur d'environ 200 bases (procaryotes, environ 2000 bases). Comme plusieurs fragments d'Okazaki sont fabriqués, Commutation de la polymérase lors de la synthèse des fragments d'Okazaki est d'une plus grande importance.

Ainsi, un fragment d'Okazaki est composé de nucléotides d'ARN (7 à 10 nucléotides), puis environ 10 à 20 nucléotides de bases d'ADN sont ajoutés par le ADN pol α. A la suite de quoi, le RFC provoque la commutation de la polymérase et les désoxyribonucléotides sont ajoutés par ADN pol δ détenu par le PCNA, le glissement serrer (voir la figure ci-dessous). L'ADN pol se dissocie après la synthèse de la totalité de l'étirement d'ADN, à mesure qu'il se rapproche de l'amorce d'ARN précédente.

(juste pour info: En savoir plus sur PCNA)

Les protéines impliquées dans la réplication, en particulier PCNA (Boehm et al., 2016).

Les amorces d'ARN sont éliminées par RNase H1, de sorte qu'un ribonucléotide reste toujours attaché à la partie ADN (extrémité 3 & 8242) du fragment d'Okazaki. Ce ribonucléotide omis est ensuite éliminé par endonucléase du lambeau 1 (MARAIS 1). Polymérase δ comble ensuite les interstices formés entre les fragments d'Okazaki suite au retrait de l'apprêt. Les pseudo formé entre le fragment d'Okazaki et le brin retardé sont remplis par ADN ligase I, formant ainsi un seul brin de retard.

Fig 4 : Retrait de l'amorce d'ARN et liaison des fragments individuels d'Okazaki.

Assemblage des nucléosomes:

Au cours de l'élongation, il y a un désassemblage continu en tant que réassemblage de l'emballage du nucléosome le long de l'ADN également. Comme nous le savons, l'une des caractéristiques de l'ADN eucaryote est qu'il est conditionné sous forme de structures très compactes appelées Chromosomes. Cela implique l'enroulement de l'ADN chargé négativement autour des protéines basiques appelées histones former des structures appelées nucléosomes (fig ci-dessous). Chaque nucléosome est composé de 8 histone protéines, deux chacune parmi H2A, H2B, H3 et H4. L'histone H1 forme le éditeur de liens entre deux nucléosomes.

Les nucléosomes.

Pendant la réplication, deux nucléosomes devant la fourche de réplication, c'est-à-dire l'ADN non répliqué, deviennent déstabilisé. Par conséquent, le mouvement de la fourche de réplication provoque la désorganisation de l'emballage de l'ADN pour permettre aux protéines de réplication d'interagir avec l'ADN.

Dans le partie répliquée, les brins avant et arrière étaient sans nucléosome jusqu'à environ 225 pb et 285 pb, respectivement. Suite à cette région, l'ADN a été emballé avec l'octomère d'histone mais certains manquaient d'histone H1. Après environ 450 pb à 650 pb de la fourche de réplication, des nucléosomes complets avec H1 ont été détectés dans les brins filles. Il y a donc assemblage pas à pas des brins filles en nucléosome complet.

Les nucléosomes parentaux se dissocient et se lient au hasard aux brins d'ADN filles, de sorte que chaque brin a demi du nucléosomes parentaux. Les composants nucléosomiques restants nécessaires à l'empaquetage des deux brins filles sont synthétisés de novo et assemblés sur les brins filles.

Résiliation:

Après l'élongation réussie, la réplication doit être terminée pour donner deux copies distinctes de l'ADN.

Impliquant deux fourches de réplication adjacentes :

Comme la cellule eucaryote possède un grand nombre de origines, la terminaison implique la fusion de deux fourches de réplication adjacentes. Cela comprend quatre étapes différentes :

– Dissolution:

L'étirement de l'ADN entre les deux fourches adjacentes (fig 5.a) est déroulé (fig 5.b) et l'approche GCM se croisent (fig 5.c). Le dernier fragment d'Okazaki est traité par DNA pol δ et FEN1 (fig 5.d).

Les lacunes dans les brins filles (comme dans les fragments d'Okazaki normaux) sont remplis et deux brins synthétisés s'approchant de manière opposée sont ligaturés.

– Dissociation des réplisomes:

Le complexe réplisome démonte après la convergence des deux fourches de réplication. Ce processus implique une polyubiquitylation spécifique à la terminaison de Mcm7 et du p97/VCP/Cdc48 ségréger (figure 5.e).

– Décatation:

S'il y a des entrelacements dans les brins d'ADN filles ou caténane, ils sont supprimés en utilisant topoisomérase II séparer les deux brins.

Fig 5: La terminaison implique la fusion des deux fourches voisines (Dewar & Walter, 2017).

Impliquant les extrémités des chromosomes :

Comme on le sait, l'ADN des chromosomes eucaryotes est un linéaire molécule, la terminaison dans l'ADN eucaryote implique également l'achèvement de la réplication au niveau de la prend fin de chromosomes appelés télomères (fig 6).

Fig 6 : Les télomères forment l'extrémité protectrice de l'ADN linéaire eucaryote (Aulinas, 2013).

Lors de la synthèse des fragments d'Okazaki, amorce d'ARN apporter 3′-OH groupe pour la réplication 5′ à 3′. Sur le retrait de l'amorce d'ARN, de la brin en retard au extrémité chromosomique, la fin reste non répliqué et le brin nouvellement synthétisé est raccourci (figure 7).

Fig 7 : Raccourcissement des extrémités des chromosomes.

Ce raccourcissement du chromosome est empêché par la présence de répétitions spéciales de séquences appelées télomères (et les protéines associées aux télomères) aux extrémités de l'ADN dans les chromosomes contiennent. Par ex. Les chromosomes humains sont protégés par des télomères ayant des séquences répétées de (TTAGGG)n d'environ 15 à 20 kb à la naissance. Ces structures protègent les extrémités des chromosomes d'être considérées à tort comme cassures double brin de l'ADN (DSB).

En normal cellules somatiques, la région télomérique des chromosomes eucaryotes sont raccourci à chaque cycle de réplication de l'ADN. Après un certain nombre de réplications d'ADN, et donc de divisions cellulaires, les télomères sont raccourcis au point de conduire à des cellules réplicatives. sénescence ou apoptose.

(Juste pour info: Veuillez lire sur le prix Nobel décerné à un travail sur les télomères.)

Cependant, dans lignée germinale et cellules cancéreuses, une enzyme appelée télomérase, étend les extrémités des chromosomes, en particulier l'extrémité 5' des brins en retard. La capacité de maintenir la longueur des télomères, rend ces cellules immortel.

La télomérase est un transcriptase inverse qui a un ARN modèle, connu comme molécule d'ARN codant pour la matrice (TER) pour l'extension de l'ADN télomérique (fig 8). Les bases protéine composant de la télomérase est connu comme TERT (Télomérase transcriptase inverse).

Chez l'homme, la matrice d'ARN a la séquence AUCCCAAUC. Le nouvellement synthétisé répétitions d'ADN télomérique s'ajoutent au surplomb extrémité 3′ simple brin de l'ADN (fig 8).

Fig 8 : Synthèse de répétitions d'ADN télomérique par la télomérase (Verhoeven et al, 2014).

(Juste pour info: visite pour voir l'animation sur l'action de la télomérase et bien plus encore.)

Une fois l'extension du brin à l'extrémité 3' par la télomérase terminée, l'ADN pol et l'ADN ligase achèvent la synthèse du brin d'ADN.

C'est tout pour ce post. J'espère que cet article vous plaira, si oui, commentez, likez et partagez !!

Suivez-nous également sur Facebook, Twitter, Instagram ou envoyez-nous un mail ([email protected]).

Lire d'autres articles de The Biotech Notes :

Bambara et al. (1997) Enzymes et réactions à la fourche de réplication de l'ADN eucaryote. J Biol Chem. 272(8) : 4647-50.

Abmayr et Workman (2012) S'accrocher grâce à la réplication de l'ADN : modification ou modificateur des histones ? Cellule. 150(5):875-7.

Verhoeven et al (2014). Vieillissement cellulaire dans la dépression : empreinte permanente ou processus réversible ? : un aperçu des preuves actuelles, des voies mécanistiques et des cibles d'intervention. BioEssays 36(10):968-78.

Bailey et al (2015) Terminaison des fourches de réplication de l'ADN : « La rupture est difficile à faire ». Nucleus 6 (3) : 187-196.

Dewar & Walter (2017) Mécanismes de terminaison de la réplication de l'ADN. Nature Reviews Molecular Cell Biology 18:507-516.

Aulinas (2013) Télomères, vieillissement et syndrome de Cushing : sont-ils liés ? Endocrinologie et nutrition (édition anglaise) 60 (6) : 329-335.

Boehm et al. (2016) Les nombreux rôles du PCNA dans la réplication de l'ADN eucaryote. Enzymes 39:231-54.


Synthèse d'ADN

Le mécanisme de réplication de l'ADN est fortement influencé par la structure de l'ADN. L'appariement de bases complémentaires entre les bases azotées A-T et G-C sous-tend la nature semi-conservatrice de la réplication de l'ADN, qui se traduit par un génome dupliqué avec un brin parental et un brin nouvellement synthétisé. Chaque brin sert de matrice à l'ADN polymérase pour catalyser l'ajout de la base correcte pendant la synthèse d'un nouveau brin complémentaire. Comme les brins sont antiparallèles avec une polarité opposée et que les ADN polymérases ne peuvent synthétiser l'ADN que dans le sens 5&prime à 3&prime, un seul brin est synthétisé en continu. Ce brin est appelé le brin principal. La synthèse de l'autre brin, appelé brin retardé, est rendue possible par la synthèse discontinue de fragments courts, appelés fragments d'Okazaki, dans le sens 5&prime à 3&prime, qui sont ensuite réunis.

L'ADN de réplication : protéines de réplication de l'ADN à la fourche de réplication. L'hélicase déroule l'ADN duplex et les protéines de liaison simple brin (SSB) et stabilise l'ADN simple brin formé par séparation des brins. La topoisomérase est vue devant la fourche en supprimant la tension superhélicoïdale causée par la séparation des brins. Notez que le brin principal est synthétisé en continu dans le sens 5&prime à 3&prime, tandis que le brin retardé est synthétisé de manière discontinue sous forme de fragments courts appelés fragments d'Okazaki. Le complexe Polymerase & alpha-primase synthétise de courtes amorces d'ARN qui s'étendent jusqu'à 30-40 nucléotides. Par la suite, la polymérase &epsilon et la polymérase &delta se chargent de la synthèse de brins plus rapide et efficace sur les brins en retard et en tête respectivement. Ligase scelle l'espace entre les fragments d'Okazaki.

La synthèse d'ADN commence en phase S lorsque l'hélicase réplicative se déroule et sépare les deux brins de la double hélice d'ADN [7] . Au fur et à mesure que l'hélicase déroule l'ADN, l'ADN polymérase synthétise l'ADN en utilisant l'ADN simple brin exposé comme matrice. Les ADN polymérases &lsquore&rsquo le brin matrice et ajoutent la base complémentaire appropriée. L'énergie nécessaire à la polymérisation provient de la libération d'un pyrophosphate à partir d'un désoxyribonucléotide triphosphate libre (dNTP), créant un 5&primemonophosphate qui pourrait être lié de manière covalente au groupe hydroxyle 3&prime d'un autre nucléotide. Cependant, les ADN polymérases ne peuvent pas synthétiser l'ADN de novo et nécessitent une amorce préexistante avec un groupe hydroxyle libre pour ajouter des nucléotides et étendre la chaîne. Une ARN polymérase spécialisée appelée primase synthétise de courtes séquences d'ARN d'environ 10 nucléotides de long qui servent d'amorces. Une seule amorce facilite la réplication de l'ADN sur le brin principal et plusieurs amorces initient la synthèse de fragments d'okazaki sur le brin retardé. Chez les eucaryotes, la primase fait partie de l'ADN polymérase &alpha (revue dans [8] ). L'hélicase réplicative et la primase coopèrent fonctionnellement et se stimulent mutuellement l'activité [9] .

Une fois que l'ADN polymérase &alpha a synthétisé une courte séquence d'ADN de 30 à 40 nucléotides, la synthèse d'ADN est transférée à la polymérase &epsilon et à la polymérase &delta qui ont une processivité plus élevée que la polymérase &alpha. La processivité plus élevée ou la capacité des polymérases à rester associées à l'ADN jusqu'à 10 kb sans tomber est due à leur association avec une pince coulissante appelée PCNA. La commutation par polymérase permet la synthèse d'ADN avec une grande fidélité, car la polymérase &epsilon et la polymérase &delta ont une activité exonucléase 3&prime &ndash 5&prime qui permet la relecture et la suppression de toutes les bases incorrectes incorporées (examiné dans [8]). Au niveau de la fourche de réplication, il existe une division du travail entre les polymérases où la polymérase &epsilon effectue la synthèse du brin principal et la polymérase &delta est impliquée dans la synthèse du brin retardé [10] , 12)


Les biologistes découvrent un déclencheur pour l'extrusion cellulaire - Processus d'élimination des cellules inutiles

Pour tous les animaux, l'élimination de certaines cellules est une étape nécessaire du développement embryonnaire. Les cellules vivantes se détachent également naturellement dans les tissus matures, par exemple, la muqueuse de l'intestin se renouvelle tous les quelques jours.

Une façon pour les organismes de se débarrasser des cellules inutiles consiste à utiliser un processus appelé extrusion, qui permet aux cellules d'être extraites d'une couche de tissu sans perturber la couche de cellules laissée derrière. Les biologistes du MIT ont maintenant découvert que ce processus est déclenché lorsque les cellules sont incapables de répliquer leur ADN pendant la division cellulaire.

Les chercheurs ont découvert ce mécanisme chez le ver C. elegans, et ils ont montré que le même processus peut être entraîné par des cellules de mammifères. Ils pensent que l'extrusion peut servir de moyen pour le corps d'éliminer les cellules cancéreuses ou précancéreuses.

« L'extrusion cellulaire est un mécanisme d'élimination cellulaire utilisé par des organismes aussi divers que les éponges, les insectes et les humains », explique H. Robert Horvitz, professeur de biologie David H. Koch au MIT, membre du McGovern Institute for Brain Research et le Koch Institute for Integrative Cancer Research, un chercheur du Howard Hughes Medical Institute et l'auteur principal de l'étude. « La découverte que l'extrusion est due à un échec de la réplication de l'ADN était inattendue et offre une nouvelle façon de penser et éventuellement d'intervenir dans certaines maladies, en particulier le cancer. »

Le postdoctorant du MIT Vivek Dwivedi est l'auteur principal de l'article, qui a été publié le 5 mai 2021 dans La nature. Les autres auteurs de l'article sont Carlos Pardo-Pastor, chercheur au King's College de Londres, Rita Droste, spécialiste de la recherche au MIT, Ji Na Kong, postdoctorante du MIT, Nolan Tucker, étudiant diplômé du MIT, Daniel Denning, scientifique de Novartis et ancien postdoctorant du MIT, et professeur de biologie au King's College de Londres. Jody Rosenblatt.

Coincé dans le cycle cellulaire

Dans les années 1980, Horvitz a été l'un des premiers scientifiques à analyser un type de suicide cellulaire programmé appelé apoptose, que les organismes utilisent pour éliminer les cellules qui ne sont plus nécessaires. Il a fait ses découvertes en utilisant C. elegans, un minuscule nématode qui contient exactement 959 cellules. La lignée de développement de chaque cellule est connue et le développement embryonnaire suit le même schéma à chaque fois. Tout au long de ce processus de développement, 1 090 cellules sont générées et 131 cellules subissent un suicide cellulaire programmé par apoptose.

Le laboratoire d'Horvitz a montré plus tard que si les vers étaient génétiquement mutés de sorte qu'ils ne pouvaient pas éliminer les cellules par apoptose, quelques-unes de ces 131 cellules seraient plutôt éliminées par extrusion cellulaire, qui semble pouvoir servir de mécanisme de sauvegarde à l'apoptose. Le déclenchement de ce processus d'extrusion restait cependant un mystère.

Pour percer ce mystère, Dwivedi a réalisé un écran à grande échelle de plus de 11 000 C. elegans gènes. Un par un, lui et ses collègues ont détruit l'expression de chaque gène chez les vers qui ne pouvaient pas réaliser l'apoptose. Ce criblage leur a permis d'identifier les gènes essentiels à l'activation de l'extrusion cellulaire au cours du développement.

À la surprise des chercheurs, de nombreux gènes qui se sont révélés nécessaires à l'extrusion étaient impliqués dans le cycle de division cellulaire. Ces gènes étaient principalement actifs pendant les premières étapes du cycle cellulaire, qui consistent à initier le cycle de division cellulaire et à copier l'ADN de la cellule.

D'autres expériences ont révélé que les cellules qui sont finalement extrudées entrent initialement dans le cycle cellulaire et commencent à répliquer leur ADN. Cependant, ils semblent se bloquer dans cette phase, ce qui les conduit à être extrudés.

La plupart des cellules qui finissent par être extrudées sont inhabituellement petites et sont produites à partir d'une division cellulaire inégale qui donne une grande cellule fille et une beaucoup plus petite. Les chercheurs ont montré que s'ils interféraient avec les gènes qui contrôlent ce processus, de sorte que les deux cellules filles étaient plus proches de la même taille, les cellules qui auraient normalement été extrudées pouvaient terminer avec succès le cycle cellulaire et n'étaient pas extrudées.

Les chercheurs ont également montré que l'incapacité des très petites cellules à terminer le cycle cellulaire provient d'un manque de protéines et de blocs de construction d'ADN nécessaires pour copier l'ADN. Parmi d'autres protéines clés, les cellules n'ont probablement pas assez d'une enzyme appelée LRR-1, qui est essentielle pour la réplication de l'ADN. Lorsque la réplication de l'ADN s'arrête, les protéines responsables de la détection du stress de réplication arrêtent rapidement la division cellulaire en inactivant une protéine appelée CDK1. CDK1 contrôle également l'adhésion cellulaire, de sorte que les chercheurs émettent l'hypothèse que lorsque CDK1 est désactivé, les cellules perdent leur adhérence et se détachent, entraînant une extrusion.

Protection contre le cancer

Le laboratoire de Horvitz s'est ensuite associé à des chercheurs du King's College de Londres, dirigés par Rosenblatt, pour déterminer si le même mécanisme pourrait être utilisé par les cellules de mammifères. Chez les mammifères, l'extrusion cellulaire joue un rôle important dans le remplacement de la muqueuse des intestins, des poumons et d'autres organes.

Les chercheurs ont utilisé un produit chimique appelé hydroxyurée pour induire un stress de réplication de l'ADN dans les cellules rénales canines cultivées en culture cellulaire. Le traitement a quadruplé le taux d'extrusion et les chercheurs ont découvert que les cellules extrudées entrait dans la phase du cycle cellulaire où l'ADN est répliqué avant d'être extrudé. Ils ont également montré que dans les cellules de mammifères, le suppresseur de cancer bien connu p53 est impliqué dans l'initiation de l'extrusion des cellules soumises à un stress de réplication.

Cela suggère qu'en plus de ses autres rôles de protection contre le cancer, p53 peut aider à éliminer les cellules cancéreuses ou précancéreuses en les forçant à s'extruder, dit Dwivedi.

« Le stress de réplication est l'une des caractéristiques des cellules précancéreuses ou cancéreuses. Et ce que cette découverte suggère, c'est que l'extrusion de cellules qui subissent un stress de réplication est potentiellement un mécanisme suppresseur de tumeur », dit-il.

Le fait que l'extrusion cellulaire soit observée chez tant d'animaux, des éponges aux mammifères, a conduit les chercheurs à émettre l'hypothèse qu'elle pourrait avoir évolué comme une forme très précoce d'élimination cellulaire qui a ensuite été supplantée par un suicide cellulaire programmé impliquant l'apoptose.

"Ce mécanisme d'élimination cellulaire ne dépend que du cycle cellulaire", explique Dwivedi. "Il ne nécessite aucune machinerie spécialisée comme celle nécessaire à l'apoptose pour éliminer ces cellules, donc ce que nous avons proposé, c'est que cela pourrait être une forme primordiale d'élimination cellulaire. Cela signifie que cela a peut-être été l'un des premiers moyens d'élimination des cellules à exister, car cela dépend du même processus qu'un organisme utilise pour générer beaucoup plus de cellules.

Référence : « Le stress de réplication favorise l'élimination des cellules par extrusion » par Vivek K. Dwivedi, Carlos Pardo-Pastor, Rita Droste, Ji Na Kong, Nolan Tucker, Daniel P. Denning, Jody Rosenblatt et H. Robert Horvitz, 5 mai 2021 , La nature.
DOI : 10.1038/s41586-021-03526-y

Dwivedi, qui a obtenu son doctorat au MIT, était un universitaire du Khorana avant d'entrer au MIT pour ses études supérieures. Cette recherche a été soutenue par le Howard Hughes Medical Institute et les National Institutes of Health.


Comment l'ADN stocke-t-il les informations génétiques ?

L'ADN, également connu sous le nom d'acide désoxyribonucléique, est le modèle de la vie, ce qui signifie qu'il stocke toutes les informations qui composent tout organisme vivant. Mais comment l'ADN stocke-t-il l'information génétique ?

James Watson et Francis Crick ont ​​découvert la structure de l'ADN - deux brins (polynucléotidiques) entrelacés dans une double hélice - en 1953. Ils ont découvert que l'ADN stocke des informations à l'aide d'un simple code à quatre lettres, qui implique une fonctionnalité intéressante connue sous le nom de base complémentaire. appariement.

Alors, comment fonctionne l'appariement de bases complémentaires ?

Nous avons tous appris que l'ADN a deux brins enroulés l'un autour de l'autre pour former une double hélice, qui ressemblerait en quelque sorte à une échelle si nous l'aplatissons.

Dans l'ADN, chaque étape de l'échelle est constituée de deux pièces, et ces deux pièces sont appelées bases. L'ADN a quatre bases nommées - adénine, cytosine, guanine et thymine. Ils sont abrégés simplement par leurs premières initiales, c'est-à-dire - A, C, G et T - et ces lettres représentent le code que l'ADN utilise pour stocker l'information génétique.

Un élément clé de la découverte de Watson et Crick était la manière dont ces bases s'apparient les unes aux autres. Ils ont découvert que A s'apparie uniquement avec T et C s'apparie uniquement avec G. C'est-à-dire que A et T se complètent et C dans G se complètent. Cela signifie également que C et G ne peuvent pas s'apparier avec A ou T.

Par exemple, si un brin d'ADN a des bases CTGAC, l'autre aura GACTG. Une façon de se souvenir de la paire de bases avec laquelle est d'écrire les lettres dans l'ordre alphabétique, puis en dessous, écrivez les lettres dans l'ordre inverse.

Mais qu'est-ce que tout cela signifie pour une cellule ?

Lorsqu'une cellule se prépare à la division cellulaire, elle fait une réplique de son ADN afin que les deux cellules filles résultantes aient exactement la même information génétique, ou ADN, que la cellule mère. Ainsi, l'appariement de bases complémentaires signifie que les cellules peuvent répliquer leur ADN rapidement et efficacement.

Au cours du processus de réplication, la double hélice se sépare au milieu où les paires de bases se rejoignent. Cela expose les séquences de A&8217s C&8217s G et T&8217s de chaque côté. Ensuite, des groupes d'enzymes arrivent et ajoutent des bases complémentaires les unes après les autres sur toute la longueur des deux brins d'ADN, c'est-à-dire gène après gène sur toute la longueur du chromosome. Puis à la fin, il y a deux chromosomes identiques qui sont codés avec la même information génétique.

L'appariement de bases complémentaires joue également un rôle important lorsque les cellules fabriquent des protéines. Au cours de la synthèse des protéines, l'ADN, qui est le gène qui code pour la protéine nécessaire, s'ouvre, ce qui expose les séquences de bases de ce gène. La séquence de bases est ensuite copiée sous forme d'ARN, mais avec une différence importante : l'ARN n'a pas de T (thymine). Au lieu de la base thymine, il utilise une base appelée uracile (en abrégé U). Ainsi, lorsqu'un gène est copié pendant la synthèse des protéines, chaque A de l'ADN correspond à un U de l'ARN.

Vous pouvez en savoir plus sur la façon dont la cellule convertit l'ADN en protéines actives sur – Translation: DNA to RNA to Protein (Éducation à la nature)

L'appariement de bases complémentaires a aidé les scientifiques à comprendre comment le cancer se produit. Par exemple, s'ils connaissent la séquence de bases pour un morceau d'ADN d'une cellule, ils peuvent apprendre quelle est la séquence de bases pour le morceau opposé en utilisant l'appariement de bases complémentaires.

La technologie de séquençage des gènes révèle l'alignement des bases dans l'ADN et un ARN messager. Les scientifiques peuvent ensuite utiliser un appariement de bases complémentaires pour identifier le gène qui a produit cet ARN messager. Une fois que les scientifiques connaissent la séquence d'acides aminés dans une protéine, ils peuvent déchiffrer la séquence de bases dans l'ARN messager de la protéine, puis le gène qui code pour cette protéine.

L'appariement de bases complémentaires permet également aux scientifiques de comparer les gènes des cellules cancéreuses et les cellules saines d'un patient. Cela les aide à mieux comprendre pourquoi le cancer survient et comment les tumeurs se développent.

La découverte de Watson et Crick a été qualifiée de travail biologique le plus important de tous les temps. Cela leur a également valu le prix Nobel de physiologie ou médecine en 1962.


Réplication de l'ADN

Lors de la mitose, la cellule se sépare pour former deux cellules identiques. Cela signifie qu'elle a le même #"ADN"# et le même nombre de chromosomes que la cellule précédente. Ainsi, la fonction principale de la mitose est littéralement la #réplication de l'#"ADN"#.

Réponse:

La paire de bases dans la réplication de l'ADN est un moyen pour les chromosomes de vérifier deux fois pour s'assurer que la duplication est exacte.

Explication:

La paire de bases dans la réplication de l'ADN est un moyen pour les chromosomes de vérifier deux fois pour s'assurer que la duplication est exacte.

The replication is termed semiconservative since each new cell contains one strand of original DNA and one newly synthesized strand of DNA. The original polynucleotide strand of DNA serves as a template to guide the synthesis of the new complementary polynucleotide of DNA. A template is a guide that may be used for example, by a carpenter to cut intricate designs in wood.


Introduction

Topoisomerases unlink DNA during and after replication ( Ullsperger et al., 1995 ). Lk, the linking number of the parental DNA strands, must be reduced to zero for separation of daughter DNA molecules. ΔLk is the difference between Lk and Lk 0 , the value of Lk for the same DNA molecule in relaxed form. The unwinding of parental DNA by replicative helicases causes a compensatory (+)ΔLk that must be removed by topoisomerases. Champoux and Been (1980) suggested that the (+)ΔLk could take the form of (+) supercoils in the unreplicated region as well as windings of the two newly replicated regions around each other. Thus, topoisomerases could unlink replication intermediates (RIs) by acting either in front of or behind the fork. The form of (+)ΔLk in the replicated DNA was subsequently named precatenane, due to structural similarity to catenanes and to distinguish it from the (+)ΔLk in the unreplicated DNA ( Ullsperger et al., 1995 ). Any (+)ΔLk not removed before termination would form catenanes, and these would be unlinked after replication.

This model did not achieve immediate acceptance because early electron microscopy (EM) observations of circular RIs showed supercoils but no precatenanes, suggesting that topoisomerases only act ahead of the fork. However, studies of plasmid replication with purified Escherichia coli enzymes suggested that precatenanes are important in unlinking during replication ( Peng and Marians, 1993 Hiasa and Marians, 1994 , 1996 ). Moreover, both (−) precatenanes and (−) supercoils were observed on purified RIs accumulated by replication of plasmids containing two termination sites in E. coli ( Peter et al., 1998 ). An EM artefact apparently caused earlier studies to miss precatenanes. Finally, a topological analysis of knots trapped within arrested RIs suggested that (−) precatenanes exist in E. coli cells ( Sogo et al., 1999 ).

However, removing (−) precatenanes would just increase Lk. Arrested RIs from E. coli cells have a (−)ΔLk, presumably due to gyrase activity after replication arrest. Direct evidence for precatenanes on (+)ΔLk RIs, as predicted by Champoux and Been, has been lacking. In fact, (+)ΔLk RIs prepared by adding intercalating agents to purified (−)ΔLk RIs contain neither supercoils nor precatenanes. Instead, the (+) topological stress is relieved by re-annealing of the parental strands and formation of a Holliday junction, a process called fork reversal ( Postow et al., 2001 J.B.Schvartzman, personal communication). It remains unclear, at least in bacteria, whether transient (not arrested) RIs carry a (+) or a (−)ΔLk and whether protein binding inside the cell prevents fork reversal and/or spinning and (+) precatenane formation.

In bacteria, two type 2 topoisomerases can unlink replicating DNA. Gyrase introduces (−) supercoils in front of the forks and may suffice to overcome the (+)ΔLk generated by replication until late RI stages, while topoisomerase IV (topo IV) is responsible for decatenating complete replication products (reviewed in Levine et al., 1998 ). Studies with purified enzymes support a role for precatenane unlinking by topo IV ( Peng and Marians, 1993 Hiasa and Marians, 1996 ). However, in topo IV mutants, newly synthesized plasmid DNA accumulates as catenanes with the same node number distribution as transient catenanes in wild-type cells ( Zechiedrich and Cozzarelli, 1995 ). Ainsi, in vivo evidence for precatenane removal by topo IV is lacking. In fact, the recent discovery that topo IV relaxes (+) supercoils 20-fold faster than (−) supercoils suggests that it may unlink DNA in front of the fork as efficiently as gyrase ( Crisona et al., 2000 ).

Eukaryotes lack unconstrained (−) supercoils and the (−) supercoiling activity of gyrase. Thus, free (+) supercoils and possibly (+) precatenanes are expected to form during elongation. Both topo I and topo II can remove (+) supercoils in vitro. Studies with yeast mutants showed that replication can initiate in the absence of both enzymes, but elongation stops after a couple of thousand base pairs ( Kim and Wang, 1989 ). Either topo I or topo II (but not topo III) can support further elongation and completion of S phase ( Uemura and Yanagida, 1986 Brill et al., 1987 ). Topo II is strictly required at mitosis for separation of sister chromatids ( Holm et al., 1985 Uemura and Yanagida, 1986 ). Similar observations were made for the replication of naked SV40 DNA in cell-free extracts ( Yang et al., 1987 ) or with purified proteins ( Ishimi et al., 1992b ). The usual interpretation is that either topo I or topo II can remove (+) supercoils to drive elongation, while topo II is required to remove catenane crossings persisting after replication. However, it is unclear whether topo II relaxes (+) supercoils in front of the forks, like topo I, or removes (+) precatenanes behind the forks. Studies of SV40 minichromosome replication in cellular extracts or in infected cells suggest that topo II inhibition in some cases blocks elongation at the late RI stage ( Richter et al., 1987 Ishimi et al., 1992a , b ), but in other cases allows synthesis of complete catenated dimers, even though late RIs accumulate ( Sundin and Varshavsky, 1981 Ishimi et al., 1995 and references therein reviewed in Snapka, 1996 ). Thus, the implication of topo II in the late stages of DNA synthesis in higher eukaryotes is unclear.

Another unresolved issue is what drives decatenation of daughter DNA molecules. In vitro, topo II catalyses both catenation and decatenation of DNA rings, and favours catenation at high DNA concentration ( Krasnow and Cozzarelli, 1982 ). Given the high concentration of DNA in vivo, one expects the equilibrium to be toward catenation. Mechanical separation of sister chromatids during mitosis has been proposed to drive decatenation ( Holm, 1994 Duplantier et al., 1995 ). Although experiments in yeast and Xénope show that topo II is required for mitotic chromosome condensation and segregation (reviewed in Holm, 1994 ), it is not known whether decatenation is postponed entirely until mitosis or already starts in S or G2 phases.

To investigate these questions, we have studied the effect of topo II inhibition on DNA replication in Xénope egg extracts. Because studying replication and topology of a long linear chromosome would be difficult, we focused on circular plasmid DNA. Any plasmid DNA incubated in Xénope egg extracts is replicated under cell cycle control, but only after it has been assembled by the egg extract into chromatin and then into synthetic nuclei, in which replication occurs at discrete foci as in normal nuclei ( Blow and Laskey, 1986 Blow and Sleeman, 1990 Cox and Laskey, 1991 ). Small plasmids (<15 kb) support a single, randomly located initiation event that closely mimics replication of chromosomal domains in early embryonic nuclei ( Hyrien and Méchali, 1992 , 1993 Mahbubani et al., 1992 Lucas et al., 2000 ). Although caution is required because plasmids may be free of some of the topological restraints of long linear chromosomes, extrapolation from this system to what happens inside cells seems reasonable.

We have analysed the effect of various topo II inhibitors on plasmid DNA replication using high-resolution two-dimensional gel electrophoresis of replication products. ICRF-193 traps the enzyme in the form of a closed protein clamp without introducing DNA breaks ( Tanabe et al., 1991 ). Etoposide (VP-16) and teniposide (VM-26) poison topo II by stabilizing a covalent reaction intermediate, the cleavable complex. Subsequent treatment with protein denaturants reveals the DNA strand breaks and the covalent linking of a topoisomerase subunit to the 5′ end of the broken DNA ( Chen et al., 1984 ). The covalent intermediates can be extracted selectively with phenol prior to deproteinization. These properties were exploited to map the sites of topo II action during DNA replication. Our results provide direct evidence for the Champoux and Been model in this eukaryotic system, and reveal a division of labour between topo I and topo II. We suggest a role for chromatin assembly in driving DNA unlinking behind the replication fork.


Biologie 171

À la fin de cette section, vous serez en mesure d'effectuer les opérations suivantes :

  • Explain how the structure of DNA reveals the replication process
  • Describe the Meselson and Stahl experiments

The elucidation of the structure of the double helix provided a hint as to how DNA divides and makes copies of itself. In their 1953 paper, Watson and Crick penned an incredible understatement: “It has not escaped our notice that the specific pairing we have postulated immediately suggests a possible copying mechanism for the genetic material.” With specific base pairs, the sequence of one DNA strand can be predicted from its complement. The double-helix model suggests that the two strands of the double helix separate during replication, and each strand serves as a template from which the new complementary strand is copied. What was not clear was how the replication took place. There were three models suggested ((Figure)): conservative, semi-conservative, and dispersive.


In conservative replication, the parental DNA remains together, and the newly formed daughter strands are together. The semi-conservative method suggests that each of the two parental DNA strands acts as a template for new DNA to be synthesized after replication, each double-stranded DNA includes one parental or “old” strand and one “new” strand. In the dispersive model, both copies of DNA have double-stranded segments of parental DNA and newly synthesized DNA interspersed.

Meselson and Stahl were interested in understanding how DNA replicates. They grew E. coli for several generations in a medium containing a “heavy” isotope of nitrogen ( 15 N), which gets incorporated into nitrogenous bases, and eventually into the DNA ((Figure)).


Les E. coli culture was then placed into medium containing 14 N and allowed to grow for several generations. After each of the first few generations, the cells were harvested and the DNA was isolated, then centrifuged at high speeds in an ultracentrifuge. During the centrifugation, the DNA was loaded into a pente (typically a solution of salt such as cesium chloride or sucrose) and spun at high speeds of 50,000 to 60,000 rpm. Under these circumstances, the DNA will form a band according to its buoyant density: the density within the gradient at which it floats. DNA grown in 15 N will form a band at a higher density position (i.e., farther down the centrifuge tube) than that grown in 14 N. Meselson and Stahl noted that after one generation of growth in 14 N after they had been shifted from 15 N, the single band observed was intermediate in position in between DNA of cells grown exclusively in 15 N and 14 N. This suggested either a semi-conservative or dispersive mode of replication. The DNA harvested from cells grown for two generations in 14 N formed two bands: one DNA band was at the intermediate position between 15 N and 14 N, and the other corresponded to the band of 14 N DNA. These results could only be explained if DNA replicates in a semi-conservative manner. And for this reason, therefore, the other two models were ruled out.

During DNA replication, each of the two strands that make up the double helix serves as a template from which new strands are copied. The new strands will be complementary to the parental or “old” strands. When two daughter DNA copies are formed, they have the same sequence and are divided equally into the two daughter cells.

Click through DNA Replication (Flash animation).

Résumé de la section

During cell division, each daughter cell receives a copy of each molecule of DNA by a process known as DNA replication. The single chromosome of a prokaryote or each chromosome of a eukaryote consists of a single continuous double helix. The model for DNA replication suggests that the two strands of the double helix separate during replication, and each strand serves as a template from which the new complementary strand is copied. In the conservative model of replication, the parental DNA is conserved, and the daughter DNA is newly synthesized. The semi-conservative model suggests that each of the two parental DNA strands acts as template for new DNA to be synthesized after replication, each double-stranded DNA retains the parental or “old” strand and one “new” strand. The dispersive model suggested that the two copies of the DNA would have segments of parental DNA and newly synthesized DNA. The Meselson and Stahl experiment supported the semi-conservative model of replication, in which an entire replicated chromosome consists of one parental strand and one newly synthesized strand of DNA.

Réponse libre

How did the scientific community learn that DNA replication takes place in a semi-conservative fashion?

Meselson’s experiments with E. coli grown in 15 N deduced this finding.

Imagine the Meselson and Stahl experiments had supported conservative replication instead of semi-conservative replication. What results would you predict to observe after two rounds of replication? Be specific regarding percent distributions of DNA incorporating 15 N and 14 N in the gradient.

Following two rounds of conservative replication, two bands would be detected after ultracentrifugation. A lower (heavier) band would be at the 15 N density, and would comprise 25% of the total DNA. A second, higher (lighter) band would be at the 14 N density, and would contain 75% of the total DNA.


Réplication de l'ADN

Since DNA forms the genetic code and that it is known that genes may be inherited, it follows that DNA must be copied exactly before being incorporated into gametes at meiosis.

It also follows that all new cells in an organism must gain a copy of the genes at mitosis, because they are able to continue the characteristic biochemical behaviour of that organism.

What is the mechanism for this exact copying or réplication of the DNA?

Three theories existed:

  1. The parent DNA molecule breaks into segments and new nucleotides fill in the gaps precisely (fragmentation theory).
  2. The complete parent DNA molecule acts as a template for the new daughter molecule, which is assembled from new nucleotides. The parent molecule is unchanged (conservateur hypothesis).
  3. The parent DNA molecule separates into its two component strands, each of which acts as a template for the formation of a new complementary strand. The two daughter molecules therefore contain half the parent DNA and half new DNA (semi-conservateur hypothesis).

The semi conservative hypothesis

The semi conservative hypothesis was shown to be the true mechanism by the work of Meselsohn and Stahl (1958).

In their experiment they grew the bacterium E. coli in the presence of radioactive 15 N until a culture was obtained in which all the DNA was labelled with 15 N.

A subculture of this labelled bacterium was than transferred for growth in the presence of normal 14 N. The generation time of E. coli is known, so it was possible to take samples of this growing subculture after exactly one, two, three generations and so on.

Each sample had its DNA extracted and the isolated DNA was then centrifuged in a caesium chloride solution (high viscosity) at 40,000G for 20 hours, causing the DNA to sediment out.

The heavier the DNA, the further it moved down the centrifuge tubes. 15 N DNA is heavier than 14 N ADN. Mixte 14 N et 15 N DNA is intermediate in mass between the two.

L'original 15 N DNA moved to the lowest position in the tube.

After one generation all the DNA moved to an intermediate position, indicating the presence of only mixed 14 N and 15 N DNA. This was because the DNA in this generation contained one strand of the parent molecule and one new 14 N strand.

Had the conservative hypothesis been true, two DNA masses would have been visible, one heavy and the other light.

In the second generation half the DNA was intermediate and half was light, for the same reason.

Process of DNA replication

The actual process is simple. To begin with one strand in the DNA duplex is nicked by the enzyme DNA topoisomerase, allowing part of the molecule to unravel to form a fourche de réplication (the DNA is replicated a bit at a time and the whole molecule is never completely uncoiled).

Next, the enzyme ADN hélicase splits the two strands by breaking the hydrogen bonds. This exposes the bases.

ADN polymérase enzyme then moves along the exposed bases sequences, creating a new complementary strand as it goes. DNA polymerase reads the exposed code from the 3' to the 5' end and therefore assembles the new strand from the 5' to the 3'.

Several molecules of DNA polymerase act simultaneously, each assembling a separate section of the new strand of DNA. Each DNA polymerase is preceded by an ARN polymérase enzyme, which constructs an RNA primer to guide the action of the DNA polymerase.

These new DNA segments are then joined together by the enzyme ADN ligase. The two new daughter molecules then coil up again to reform the double helix structure. This process occurs during the phase S du cycle cellulaire.


Voir la vidéo: La réplication semi-conservative de lADN - SVT - 1ère- Les Bons Profs (Décembre 2022).